Coccoidea

Mealybugs

Coccoidea Dactylopius coccus Classificação

Reinado	Animalia
Galho	Arthropoda
Sub-embr.	Hexapoda
Aula	Insecta
Subclasse	Pterygota
Infra-classe	Neoptera
Super pedido	Endopterygota
Pedido	Hemiptera
Subordem	Sternorrhyncha

Ótima família

Coccoidea
Handlirsch , 1903 Cochonilha em um limoeiro e seu ovisac com ameias

As cochonilhas ( Coccoidea ) formam uma superfamília de insetos Hemiptera da subordem de Sternorrhyncha .

Existem cerca de 8.500  espécies agrupadas em 21 a 24 famílias. Eles vivem em uma ampla variedade de habitats; das tundras (cerca de 2.000 espécies conhecidas na zona paleártica) ao equador . Esses insetos eram anteriormente chamados de " piolhos das plantas  " por causa de suas peças bucais transformadas em rostro que lhes permite sugar a seiva , seja a seiva desenvolvida para certos grupos, sugada para o floema , ou a seiva bruta retirada do corpo. Xilema , enquanto um poucas espécies aspiram fluido do parênquima celular. Aqueles que vivem em trópicos quentes são maiores do que aqueles em zonas temperadas. As fêmeas geralmente produzem uma grande quantidade de secreções tegumentares (ceras ou lacas) que as protegem e às vezes as cobrem completamente.

Os coccoidea se alimentam de uma grande variedade de plantas , portanto, a maioria delas é considerada uma praga .

Os insetos escamados são insetos comuns, ou tornaram-se comuns, ou mesmo localmente invasivos , mas cuja ecologia ainda é pouco conhecida.

História evolutiva

Na história da evolução , os cochonilhas parecem surgir em meados do Mesozóico (140 milhões de anos atrás). Provavelmente faziam parte da fauna de serapilheira e presume-se que comiam micélios . Certos grupos de margarodídeos (insetos de 10 a 15  mm ) já eram diversos no Cretáceo Inferior (−100 milhões de anos atrás). Mealybugs tornaram-se parasitas de plantas com flores ao co-evoluir com algumas delas. Freqüentemente, as cochonilhas desenvolveram relações mutualísticas com formigas, bem como com microorganismos que se tornaram seus simbiontes e produzem substâncias nitrogenadas essenciais para elas. Inclusões de âmbar do Terciário ( Eoceno , Oligoceno e Mioceno ) (−55 milhões de anos atrás) mantiveram representantes de quase todos os grupos existentes hoje.

Classificação

A superfamília da cochonilha (Coccoidea) inclui hemípteros da subordem Sternorrhyncha . É um grupo monofilético , um dos 4 grupos irmãos de Sternorrhynchus (os outros 3 sendo pulgões (Aphidoidea), moscas brancas ( Aleyrodoidea ) e psilídeos (Psylloidea).

Descrição

Os insetos cochonilhas são todos parasitas de plantas , com forte dimorfismo sexual . O macho adulto é um inseto alado com apenas um par de asas dianteiras. Suas asas traseiras são reduzidas a estruturas chamadas hamulo-halteres , antenas desenvolvidas e pernas ( tarsos uniarticulados ). Ele não tem aparelho bucal e vive apenas um a dois dias, tempo para se reproduzir. Na maioria das famílias de cochonilhas, a fêmea não tem asas , tem aparência neotênica e pode ter antenas e pernas reduzidas (muitas vivem presas às plantas). A fêmea assemelha-se a uma concha semelhante a uma larva , a galhar ou coberta de cera, enquanto outras famílias como a Diaspididae podem ter uma perda total das patas na fêmea adulta, que permanece completamente aderida à planta.

Em zonas temperadas, medem apenas alguns mm, na melhor das hipóteses, mas as espécies do gênero Callipappus atingem 40  mm de comprimento. Na África, o Aspidoproctus maximus (Lounsbury, 1908) mede até 35  mm de comprimento e 20  mm de largura.

Alguns cochonilhas secretam um material com aparência de algodão feito de finos filamentos cerosos ou escamas cerosas. Algumas espécies apresentam saliva tóxica: quando a planta é parasitada por um grande número de cochonilhas, manchas pretas podem aparecer nas folhas correspondendo a toxinas que se acumulam para criar uma pequena lesão. Eventualmente, a folha cai, enrola-se, fica amarela ou necrose, dependendo da espécie.

Para algumas espécies muito pequenas (difíceis de observar e notar na planta), a sua presença pode ser detectada ao nível das folhas jovens: as cochonilhas fixam-se à folha jovem emergente, aproveitando a chegada constante de seiva, e d 'um material mais macio, portanto mais fácil de perfurar. A consequência é um subdesenvolvimento da nova folha no momento da punção. Ao seu redor, a folha é muito menos desenvolvida e pode parecer ligeiramente disforme, devido à assimetria causada pela falta local de seiva . Podemos verificar se são mesmo cochonilhas deixando a folha na planta, por alguns dias ou algumas semanas, dependendo da velocidade de desenvolvimento da planta: o inseto se alimentará quase continuamente, produzindo seu escudo de cera: isso vai resultar em uma camada fina (geralmente marrom claro) presente em todo o entalhe. Raspando suavemente, retiramos toda essa pequena placa fina de uma só vez, a menos que haja duas muito próximas uma da outra. Com uma lupa de muito boa qualidade ou com um pequeno microscópio amador, observando a parte da placa colada à folha, encontramos perto do seu centro os membros do inseto que lhe permitiam ficar firmemente agarrado à planta.

Reprodução e ciclo de vida

O sistema reprodutivo dentro deste grupo é muito heterogêneo.

Os percevejos são quase sempre ovíparos, mas algumas espécies são ovovivíparas (os ovos postos já estão embrionados ) e outras são vivíparas .

O hermafroditismo é possível, por exemplo em algumas espécies de Icerya ( Monophlebidés ) dessas espécies, a Cochonilha Australiana , cada indivíduo carrega tanto órgãos reprodutivos masculinos quanto femininos. O óvulo fertilizado produz um hermafrodita, e aquele que escapa da autofecundação (fenômeno raro) produzirá por partenogênese arrenotoque um macho alado. Também conhecemos pelo menos sete formas de partenogênese em cochonilhas . Vários desses modos de reprodução podem coexistir dentro de uma única espécie, produzindo linhas partenogenéticas e bissexuais. Este é o caso na França, por exemplo, para Lecanine de dogwood , Lecanine de vine , Piolho de Hespérides ou Cochonilha comma de apple .

A partenogênese consiste no desenvolvimento de óvulos não fertilizados; pode ser de três tipos:

• tipo thelytoch  : ovos não fertilizados produzem apenas fêmeas; este ainda é o caso em alguns Diaspididae e Margarodidae  ;
• tipo facultativo  : óvulos não fertilizados produzem fêmeas, mas a reprodução bissexual resulta em indivíduos de ambos os sexos;
• tipo arrenotoque  : do ovo não fertilizado emergem apenas os machos.

A fecundação  : a emergência, machos sexualmente maduros em busca de fêmeas, guiados por seus feromônios . Eles acasalam em poucos minutos - vários machos podem ser observados na mesma fêmea, acasalando um após o outro -.

Os percevejos passam por três estágios principais de desenvolvimento:

• o ovo;
• a larva feminina é móvel, eruciforme , com três ou quatro estágios larvais: L1, L2 e L3 e possivelmente L4; a fêmea tem um desenvolvimento denominado parametabólico pós-embrionário  : sem metamorfose, com larvas mais ou menos semelhantes a adultos em miniatura, tanto pela forma como pelo modo de vida;
• o macho passa por cinco estágios; 1 st e 2 nd larvas instar, em seguida, “pré-pupa”, “ ninfa  ” e adultos fases  . Ao contrário da mulher, o homem experimenta um desenvolvimento pós-embrionário holometabólico  ;
• o adulto: a fêmea, geralmente presa, põe numerosos ovos muito pequenos, depositados embaixo ou atrás dela, em uma almofada de cera branca.

O número de gerações por ano varia de acordo com a espécie e o clima. A espécie é dita univoltina quando produz apenas uma geração por ano e bi, tri ou polivoltina quando produz várias.

A fertilidade difere entre espécies e contextos, como a taxa de parasitismo;

• Os Parlatoria (diaspidídeos) põem de 15 a 20 ovos por fêmea.
• Pelo contrário, o Eulecanium e a Saissetia (como a cochonilha negra da oliveira) põem até 2.000 ovos por fêmea, mas os Aspidoproctus (monophlebidae) podem pôr 3 vezes mais (até aproximadamente 6.000).

Mobilidade

O macho é alado e voa. No estado adulto, a fêmea não é móvel, exceto em Pseudococcidae , e se alimenta agarrando-se aos caules ou folhas de certas plantas das quais suga a seiva. Algumas famílias podem ter cochonilhas fêmeas com apêndices desenvolvidos, como os Ortheziidae , enquanto outras famílias, como os diaspidídeos, podem ter um desaparecimento completo das patas na fêmea adulta, para permanecerem completamente apegadas à planta.

É no estágio de ninfa que esse animal se dispersa e coloniza novas árvores, outras plantas ou novas partes de sua planta hospedeira. Algumas larvas de 1º estágio movem-se ativamente (é o caso, por exemplo, da tamareira Cochonilha branca ( Parlatoria blanchardi Targioni Tozzetti, 1868 ). Algumas são levadas pelo vento ou transportadas por formigas que se aproximam de suas colônias para coletar sua melada . segundo estágio, em certas famílias como Coccidae e Kermesidae , as larvas se instalam permanentemente, até sua morte, por exemplo, para diáspídeos femininos, ou até a muda imaginal para o macho. Muitas espécies ainda são móveis no segundo estágio. Em algumas famílias (como pseudococcidae ou ortheziidae ), a fêmea permanece móvel ao longo de sua vida.

Mecanismos de enfrentamento, defesa e proteção

Eles são numerosos e provavelmente ainda mal compreendidos:

• Algumas espécies desenvolveram simbiose com as formigas que as defendem em troca de sua melada.
• Escudos, às vezes desempenhando um papel de camuflagem, e guardas de cera os protegem de certos predadores e da desidratação
• As fêmeas se posicionam em partes das plantas onde ficam mais bem escondidas ou onde podem se beneficiar do escoamento da água da chuva.
• Alguns gêneros ( Kuwania , Xylococcus , Matsucoccus incluindo a cochonilha do pinheiro-bravo ) se protegem na planta (sob a casca , nas bainhas das folhas ou nos nós das gramíneas ou nas raízes invisíveis.
• Os Eriococcidés se protegem em uma bolsa que constroem à medida que crescem. Diaspines escala insectos reciclar seus exuvia no seu escudo protector, feito a partir de secreções cimentados por fluido anal.
• As larvas de certas espécies hipógeas (da família Margarodidae ) podem, em caso de stress hídrico, atrasar a sua muda imaginal , proteger-se sob uma prova à prova de água que se desenvolvem através das suas secreções, para aí sobreviverem enquanto as condições exteriores voltam. mais tolerante.
• Existem várias estratégias para proteger os ovos e as larvas jovens. Estes são os fortes, estruturados ovisacs da cochonilha australiano ou Pulvinaria , ou tapetes de filamentos de cera enredado pela fêmea '' Porphyrophora '' . Em Ortheziidae , as fêmeas móveis carregam seu ovisac. As fêmeas de outras espécies ( Kermesidae e muitos Coccidae ) protegem seus ovos sob o escudo ou sob o corpo. Na Austrália , as fêmeas do gênero Callipappus geram uma bolsa "marsupial" ao invaginar seus segmentos abdominais posteriores e botar ovos diretamente ali. Lá crescerão larvas jovens. O gênero Apiomorpha cria galhas no eucalipto ( tumores ocos da planta causados ​​principalmente pela injeção de saliva) e aí as larvas se desenvolvem protegidas de seus predadores.

Parasitismo

São pragas que raramente matam seus hospedeiros, mas podem enfraquecê-los e causar problemas na agricultura, horticultura, silvicultura e pomares. Na França, cerca de 110 espécies são ocasionalmente prejudiciais e algumas espécies são consideradas pragas (principalmente diáspidos, cóccidos, pseudococcídeos ou margarodídeos).

• Algumas infestações de árvores, galhos e folhas por cochonilhas estão se tornando características de ambientes urbanos ou altamente antropizados. Eles também são encontrados às vezes em ou sob objetos adjacentes (por exemplo: os colares que amarram a árvore às estacas).
• Quando são numerosos nas folhas ou caules, esses insetos podem causar estragos nas árvores frutíferas e, em particular, nas macieiras .
• A cochonilha do pinheiro bravo pode ter sido favorecida por monoculturas de pinheiro e pelo declínio de seus predadores (por exemplo, o percevejo Elatophilus nigricornis Zetterstedt é um antocorídeo predador especializado nesta espécie, usado no manejo integrado de pragas). Ele matou pinheiros marítimos em aproximadamente 120.000  ha no Var e nos Alpes Marítimos e colonizou a Córsega.
• O polyphage Pou San Jose enfraquece árvores e arbustos de baga.
• A escama da amoreira ataca pessegueiros e groselhas negras . Pode ser combatida pelo controle biológico com um de seus predadores (Hymenoptera endoparasita), Encarsia berlesei (Howard) , bem como pelos himenópteros ectoparasitários Aphytis proclia (Walker) ou uma pequena joaninha Rhizobius satelles (Blaisdell) .
• Antonina graminis ataca gramíneas herbáceas e pode produzir manchas amarelas em gramados de golfe.
• Espécies dez são observados na videira, algumas espécies, por vezes, tornando-se localmente e pragas momentaneamente: Cottony da vinha ( Pulvinaria vitis L . ), Flaky bordo ( Neopulvinaria innumerabilis (Rathvon) lécanine de dogwood ( corni Parthenolecanium , Bouché), cochonilha do limão árvore ( Planococcus citri , Risso), com grandes surtos de perdas significativas. Eles podem transmitir doenças, incluindo "vírus do enrolamento da folha" da videira (transmitido de acordo com o INRA por cochonilha boêmia ( Heliococcus bohemicus ), cochonilha ( Phenacoccus aceris ) e dogwood lecanina (Partenolecanium corni , Bouché ).

Para infestações muito locais, as alternativas aos pesticidas tóxicos são a limpeza com água pressurizada, borrifando uma solução de sabão preto com álcool desnaturado a 1  % ou um pouco de óleo de soja . Promover a presença e sobrevivência de joaninhas silvestres, hoverflies e suas larvas, bem como de uma grande riqueza de insetos e pássaros - principalmente os que comem as formigas que protegem pulgões e cochonilhas - também ajuda a prevenir surtos.

Divisão

As introduções humanas e a globalização do comércio de plantas mudaram a distribuição de certas espécies. Por exemplo, 159 espécies foram contadas na Sicília , quase metade das quais são, pelo menos, pragas agrícolas introduzidas recentemente. Existem 343 na Itália. Os mais conhecidos são aqueles que parasitam espécies cultivadas.

Eles são conhecidos por terem baixa mobilidade e, portanto, têm baixo risco de disseminação. No entanto, estão em plena expansão na Europa, em particular nas árvores urbanas estressadas pela poluição ou pelo contexto urbano e, talvez, por meio do transporte de plantas parasitadas. As pequenas larvas parecem poder ser carregadas pelo vento.

Pululações

Os surtos de cochonilhas fora do seu ambiente natural, em climas urbanos e periurbanos em particular, são cada vez mais frequentes, em todos os continentes, e são mal compreendidos. Vários fatores parecem ser capazes de promovê-los, desde uma menor defesa da árvore ou planta parasitada pela falta de água, exposição a certos poluentes urbanos ou a presença de um casal termo-higrométrico não natural. Uma explicação essencial parece ser a regressão ou desaparecimento de seus predadores naturais (especialmente na cidade); com em particular:

• certas espécies de joaninhas e suas larvas,
• Larvas de Syrphidae ,
• De larva lagartas ,
• micro- himenópteros ( Chalcidiens e Braconidae ) que parasitam e controlam cochonilhas na natureza.

Esses predadores naturais de cochonilhas parecem regredir consideravelmente e muitas vezes desapareceram localmente. O aumento geral na taxa de pesticidas e certos poluentes no ar, chuvas, névoas ou orvalhos podem ser parcialmente responsáveis ​​pelo desaparecimento desses predadores.

Inimigos naturais

Seus principais inimigos (veja acima), incluindo certas espécies de joaninhas predadoras e micro-himenópteros parasitas, parecem estar em declínio acentuado.

Sabe-se que algumas vespas ou formigas as poupam e consomem sua melada , mas vários himenópteros, incluindo Metaphycus helvolus ou Metaphycus lounsburyi, parasitam estágios larvais ou em adultos. A mosca Diversinervus elegans parasita adultos ou larvas. Alguns predadores desse inseto têm sido usados ​​no controle biológico, incluindo Chilicorus renipustulatus e Chilicorus nigritus , duas pequenas joaninhas que se alimentam de várias espécies de cochonilhas ( diáspinas e lecaninas ).

Patogenicidade

Como todos os insetos sugadores de ferrão, essas espécies (especialmente introduzidas) são potencialmente perigosas para as plantas, por causa da perfuração da seiva, liberação de melada que pode causar mofo fuliginoso e por causa dos vírus para os quais podem contribuir. ou os tecidos que perfuram, mas também devido à ausência de predadores específicos no país hospedeiro.

Acredita-se que larvas, ovos ou indivíduos adultos são freqüentemente introduzidos em outro lugar que não em sua área de origem, com transporte de longa distância de plantas verdes, vasos de plantas, mudas, frutas e vegetais. Por exemplo, uma cochonilha até então desconhecida na Europa, Ripersiella hibisci, foi identificada em plantas de Callistemon em vasos da Itália, vendidas na Suíça na primavera de 2021.

Tratamentos hortícolas

O escudo ou fibras cerosas que protegem esses insetos e seus ovos os tornam menos vulneráveis ​​a pesticidas externos. As soluções aquosas deslizam sobre eles se nenhum agente umectante for adicionado (sabão preto, detergente líquido, etc.).

Os óleos inseticidas (óleo branco) costumam ser usados ​​de forma mais eficaz no tratamento de inverno.

Outro meio eficaz (mas promovendo o aparecimento de formas resistentes) é o uso de pesticidas sistêmicos (substâncias que penetram na planta e envenenam o inseto sugador pela seiva, em todas as partes da planta, inclusive nas raízes. Ovos, é necessário reprocessar uma semana a dez dias depois contra larvas eclodidas entretanto. A desvantagem desta solução é que também pode envenenar os predadores naturais das cochonilhas.

É necessário tratar todas as plantas em questão e, em caso de recorrência, examinar as possíveis fontes de recontaminação, incluindo certas ervas daninhas .

Na jardinagem, dependendo da severidade, das espécies a serem protegidas e dos tipos de cochonilhas, diferentes métodos podem ser usados.

Interesse econômico ou culinário

Algumas espécies têm desempenhado um papel econômico, que declinou desde a invenção das substâncias sintéticas.

Mealybugs podem ser usados ​​para produzir:

• de lacas como a goma-laca derivada da espécie Kerria lacca que parasita jujuba ( Zizyphus mauritiana ), o kussam ( Schleichera oleosa ), o palas ( Butea monosperma ), o ghont ( Zizyphus xyloporus ) ou ficus religiosa ( Ficus religiosa ). Seu extrato é usado para fazer drageias farmacêuticas, o revestimento de certos chocolates "que não derretem na mão" e outrora entre os primeiros materiais plásticos (primeiros discos de 78 rpm);
• de carmim ou produto escarlate vermelho desde a antiguidade de Kermes vermilio de cochonilha chamados tintureiros de Kermes ou "sementes de escarlate" que vivem no carvalho de Kermes na Espanha e ao redor do Mediterrâneo. O material corante consiste em ácido quermésico (tipo de pigmento de antraquinona , e laccaïque ácido foi detectada em múmias egípcios e mesmo em alguns pinturas pré-históricas. Este corante tem sido usado como um remédio para XVIII th  século (adstringente para feridas, olho descongestionante). Fillipo Silvestri ainda acredita que este extrato de cochonilha foi confeitei Alkermes , o medicamento mais prescrito o VIII º e IX th  séculos. a Alkermes é uma bebida italiana feita ainda com este cochonilha.
• Na América Central e do Sul ( México , Peru ), de Dactylopius coccus (Costa, 1835), alimentado com figo da Índia ( Opuntia ficus-indica ), um carmim vermelho carmesim é derivado do ácido carmínico puro ( antraquinona resistente à lavagem). 70.000 cochonilhas produzem 500  gramas de carmim.
  Tem sido utilizado para tingir tecidos, peles, cerâmica ou como corante alimentar, desde pelo menos400 AC J.-C.. Os invasores espanhóis secretamente criados estes cochonilhas, entre outros, em Málaga , e logo em 1626 nas Ilhas Canárias em "nopaleries". A cochonilha polonesa e a cochonilha armênia também produzem uma tintura vermelha.
  Corantes químicos sintéticos competiam com essa produção a partir da década de 1850, mas ela continuou no Peru como corante alimentar ou para histologia ("carmim n ° 40 para histologia").
• Os astecas , incas e maias extraíram um vermelho carmim e um aje de insetos de grande escala com 2  cm de comprimento. Aje é uma secreção amarela, gordurosa e impermeável produzida pela Llaveia axin (Llave). Também serviu de base para pinturas (inclusive no rosto). Cerâmica, barcos, madeira ou cabaças eram impermeabilizados com aje. Por fim, aje também era um remédio para diarreia e um analgésico para a gota . Em altitude, protegia a pele do congelamento e rachaduras.
• O maná , mencionado na Bíblia , que teria nutrido os hebreus durante a travessia do deserto poderia ter sido a melada cristalizada de uma cochonilha, possivelmente Trabutina mannipara (Hemprich & Ehrenberg, 1829), um pseudococcine que vive no tamarisco ( Tamarix sp . ) nas montanhas do Sinai - também podem ser colônias de bactérias do tipo nostoc  -. A cochonilha, sendo um inseto, não é um alimento autorizado no judaísmo segundo a Bíblia , mas a melada é uma produção animal e não da carne, como para o mel que é kosher para ela .
• Os aborígines australianos comem galhas de eucalipto e as apiomorfas que elas contêm como guloseimas. No sudeste da Ásia, os Monophlebins (insetos de grande escala) são comidos.

Taxonomia

Táxons inferiores: famílias  :

• Aclerididae
• Asterolecaniidae
• Beesoniidae
• Carayonemidae
• Cerococcidae
• Coccidae
• Conchaspididae
• Dactylopiidae
• Diaspididae
• Electrococcidae
• Eriococcidae
• Grimaldiellidae
• Halimococcidae
• Inkaidae
• Jersicoccidae
• Kermesidae
• Kerriidae
• Kukaspididae
• Labiococcidae
• Lecanodiaspididae
• Margarodidae
• Micrococcidae
• Ortheziidae
• Phenacoleachiidae
• Phoenicococcidae
• Pseudococcidae
• Putoidae
• Stictococcidae

Três tipos principais de cochonilhas

Aqueles que têm um corpo mole, sem escudo protetor.
Eles se protegem sob filamentos cerosos. Pseudococcidae e Margarodidae: Exemplos: Estufa cochonilha ( Pseudococcus adonidum ) Inseto de escama australiana ( Icerya buyeri ) Aqueles que possuem o corpo endurecido por impregnação de cera ou laca (lecaninas ou lécanies, anteriormente da família Lecanidae). Agora, os insetos escama desta família são chamados de Coccidae. Exemplos: Escama de Dogwood ( Parthenolecanium corni ) Cochonilha-do- pêssego ( persicae eulecanium ) Cochonilha ( Saissetia hemisphaerica ) Escama de oliveira ( Saissetia oleae ) Cochonilha fofa da videira ( Pulvinaria vitis ) Oak lecania ( Partenolecanium quercifex ) Lecania de Fletcher ( Partenolecanium fletcheri ) Grapevine lecania ( Parthenolecanium corni ) Aqueles que têm um corpo mole, coberto por um ábaco protetor ceroso (Diaspididae) cuja forma se assemelha a uma minúscula concha de ostra. Exemplos: Piolho de São José ( Diaspidiotus perniciosus ) Escamas de árvores frutíferas de pomó ( Diaspidiotus piri e D. ostraeiformis ) Escala de vírgula maçã ( Lepidosaphes ulmi ) Cochonilha-da- pêra ( Epidiaspis leperii ) Piolho laranja ( Chrysomphalus aonidum e C. dictyospermi ) Cochonilha- preta cítrica ( Parlatoria zizyphii ), cochonilha-cítrica ( Lepidosaphes citricola e L. gloweri ) Escama de amora ( Pseudaulascaspis pentagona )

Exemplos de espécies

Família Ortheziidae

• Orthezia urticae (Linnaeus, 1758)

Família Margarodidae

• Guerriniella serratulae (Fabricius, 1775)
• Icerya buyeri (Maskell, 1879)
• Matsucoccus pini (Green, 1925)
• Neomargarodes europaeus (Goidanich, 1969)
• Porphyrophora italica (Goidanich, 1963)

Família Pseudococcidae

• Asphodelococcus asphodeli (Bodenheimer, 1927)
• Balanococcus santilongoi (Mazzeo, 1996)
• Chaetococcus phragmitis (Marchal, 1909)
• Delottococcus euphorbiae (Ezzat & McConnell, 1956)
• Dysmicoccus brevipes (Cockerell, 1893)
• Dysmicoccus neobrevipes (Beardsley, 1959)
• Dysmicoccus pietroi (Marotta, 1992)
• Euripersia tomlini (Newstead, 1892)
• Hypogeococcus pungens (Granara de Willink, 1981)
• Nipaecoccus nipae (Maskell, 1893)
• Peliococcus cycliger (Leonardi, 1908)
• Peliococcus vivarensis Tranfaglia, 1981
• Phenacoccus aceris (Signoret, 1875)
• Phenacoccus graminicola (Leonardi, 1908)
• Phenacoccus interruptus (Green, 1923)
• Phenacoccus madeirensis (Green, 1923)
• Phenacoccus mespili (Signoret, 1875)
• Phenacoccus neohordei (Marotta, 1992)
• Phenacoccus silvanae (Longo & Russo, 1989)
• Phenacoccus yerushalmi (Ben-Dov, 1985)
• Planococcus citri (Risso, 1813)
• Planococcus ficus (Signoret, 1875)
• Pseudococcus affinis (Maskell, 1894)
• Pseudococcus calceolariae (Maskell, 1878)
• Pseudococcus longispinus (Targioni Tozzetti, 1867)
• Puto palinuri (Marotta e Tranfaglia, 1993)
• Superbus Puto (Leonardi, 1907)
• Puto tauricus (Borchsenius, 1948)
• Rhizoecus cacticans (Hambleton, 1946)
• Rhizoecus falcifer (Kunckel d'Herculais, 1878)
• Rhizoecus lelloi (Mazzeo, 1996)
• Spilococcus mammillariae (Bouché, 1844)
• Spinococcus multispinus (Siraiwa, 1939)
• Trionymus perrisii (Signoret, 1875)
• Trionymus tomlini (Green, 1925)
• Vryburgia rimariae (Tranfaglia, 1981)

Família Eriococcidae

• Acanthococcus araucariae (Maskell, 1879)
• Acanthococcus cactearum (Leonardi, 1908)
• Acanthococcus coccineus (Cockerell, 1894)
• Acanthococcus cynodontis (Kiritchenko, 1940)
• Acanthococcus devoniensis (Green, 1896)
• Acanthococcus rosannae (Tranfaglia & Esposito, 1985)
• Ovaticoccus agavium (Douglass, 1888)
• Rhizococcus insignis (Newstead, 1891)

Família Cryptococcidae

• Cryptococcus fagisuga Lindinger , 1936

Família Micrococcidae

• Micrococcus silvestrii Leonardi, 1907

Família Kermesidae

• Kermes bacciformis (Leonardi, 1908)
• Kermes gibbosus (Signoret, 1875)
• Kermes roboris (Fourcroy, 1785)
• Kermes vermilio (Planchon, 1864)
• Nidularia pulvinata (Planchon, 1864)

Família Cerococcidae

• Pollinia pollini (Costa, 1857)

Família coccidae

• Ceroplastes rusci (Linnaeus, 1758)
• Ceroplastes sinensis (Del Guercio, 1900)
• Coccus hesperidum (Linnaeus, 1758)
• Coccus pseudomagnoliarum (Kuwana, 1914)
• Eucalymnatus tessellatus (Signoret, 1873)
• Eulecanium tiliae (Linnaeus, 1758)
• Filippia follicularis (Targioni Tozzetti, 1867)
• Lecanopsis formicarum (Newstead, 1893)
• Lichtensia viburni (Signoret, 1873)
• Nemolecanium graniformis (Wünn, 1921)
• Parthenolecanium corni (Bouché, 1844)
• Persicae Partenolecânio (Fabricius, 1776)
• Parthenolecanium rufulum (Cockerell, 1903)
• Pulvinara mesembryanthemi (Vallot, 1830)
• Pulvinaria floccifera (Westwood, 1870)
• Pulvinaria vitis (Linnaeus, 1758)
• Rhizopulvinaria grassei (Balachowsky, 1936)
• Saissetia coffeae (Walker, 1852)
• Saissetia oleae (Olivier, 1791)
• Scythia aetnensis Russo & Longo, 1990

Família Aclerididae

• Aclerda berlesei (Buffa, 1897)

Família Asterolecaniidae

• Asterodiaspis bella (Russell, 1941)
• Asterodiaspis ilicicola (Targioni Tozzetti, 1888)
• Asterodiaspis roboris (Russell, 1941)
• Bambusaspis bambusae (Boisduval, 1869)
• Planchonia zanthenes (Russell, 1941)

Família Phoenicococcidae

• Phoenicococcus marlatti Cockerell, 1899

Família Diaspididae

• Abgrallaspis cyanophylli (Signoret, 1869)
• Acanthomytilus intermittens (Hall, 1924)
• Acanthomytilus sacchari (Hall, 1923)
• Aonidia lauri (Bouché, 1833)
• Aonidiella aurantii (Maskell, 1879)
• Aonidiella taxus (Leonardi, 1906)
• Aspidiotus hedericola (Leonardi, 1920)
• Aspidiotus nerii (Bouché, 1933)
• Aspidiotus spinosus (Comstock, 1883)
• Aulacaspis rosae (Bouché, 1833)
• Carulaspis carueli (Signoret, 1869)
• Carulaspis juniperi (Bouché, 1851)
• Carulaspis silvestrii Lupo, 1966
• Carulaspis visci (Schrank, 1781)
• Chionaspis pinifoliae (Fitch…)
• Chionaspis salicis (Linnaeus, 1758)
• Chrysomphalus aonidum (Linnaeus, 1758)
• Chrysomphalus dictyospermi (Morgan, 1889)
• Diaspidiotus distinto (Leonardi, 1900)
• Diaspidiotus osborni (Newell & Cockerell, 1898)
• Diaspidiotus viticola (Leonardi, 1913)
• Diaspis boisduvalii (Signoret, 1869)
• Diaspis bromeliae (Kerner, 1778)
• Diaspis coccois (Lichtenstein, 1882)
• Diaspis echinocacti (Bouché, 1833)
• Duplachionaspis berlesei (Leonardi, 1898)
• Duplachionaspis sicula (Lupo, 1938)
• Dynaspidiotus britannicus (Newstead, 1898)
• Epidiaspis gennadii (Leonardi, 1898)
• Epidiaspis leperii (Signoret, 1869)
• Evallaspis ampelodesmae (Newstead, 1897)
• Fiorinia fioriniae (Targioni Tozzetti, 1867)
• Furchadaspis zamiae (Morgan, 1890)
• Gonaspidiotus minimus (Leonardi, 1896)
• Hemiberlesia lataniae (Signoret, 1869)
• Hemiberlesia rapax (Comstock, 1881)
• Howardia biclavis (Comstock, 1883)
• Ischnaspis longirostris (Signoret, 1882)
• Lepidosaphes beckii (Newmann, 1869)
• Lepidosaphes conchiformis (Gmelin, 1789)
• Lepidosaphes destefanii (Leonardi, 1907)
• Lepidosaphes gloverii (Packard, 1869)
• Lepidosaphes granati Koroneos, 1934
• Lepidosaphes newsteadi (Sulc, 1895)
• Lepidosaphes pinnaeformis (Bouché, 1851)
• Lepidosaphes ulmi (Linnaeus, 1758)
• Leucaspis loewi (Colvée, 1882)
• Leucaspis pini (Hartig, 1839)
• Leucaspis pusilla (Loew, 1883)
• Leucaspis riccae Targioni Tozzetti, 1881
• Lindingaspis rossi (Maskell, 1891)
• Melanaspis inopinata (Leonardi, 1913)
• Mercetaspis sphaerocarpae Gomez Menor, 1927
• Nuculaspis abietis (Schrank, 1776)
• Pallulaspis retamae (Hall, 1926)
• Parlatoria camelliae (Comstock, 1883)
• Parlatoria oleae (Colvée, 1880)
• Parlatoria pergandii (Comstock, 1881)
• Parlatoria ziziphi (Lucas, 1853)
• Pinnaspis aspidistrae (Signoret, 1869)
• Pinnaspis strachani (Cooley, 1899)
• Pseudaulacaspis cockerelli (Cooley, 1897)
• Pseudaulacaspis pentagona (Targioni Tozzetti, 1886)
• Quadraspidiotus cecconii (Leonardi, 1908)
• Quadraspidiotus lenticularis (Lindinger, 1912)
• Quadraspidiotus ostraeformis (Curtis, 1843)
• Diaspidiotus perniciosus (Comstock, 1881)
• Quadraspidiotus zonatus (Frauenfeld, 1868)
• Rungaspis capparidis (Bodenheimer, 1929)
• Saharaspis ceardi (Balachowsky, 1928)
• Suturaspis archangelskyae (Lindinger, 1929)
• Targionia nigra (Signoret, 1870)
• Targionia vitis (Signoret, 1876)
• Unaspis euonymi (Comstock, 1881)

Notas e referências

1. (em) "  ScaleNet: Scale Insects (Coccoidea) Database  " em www.sel.barc.usda.gov (acessado em 29 de maio de 2021 ) .
2. Imre Földi, "  cochonilhas: 1 r  parte  " Insects , vol.  2, n o  129,2003( leia online [PDF] ).
3. “  famílias de escala  ” , pelo www.sel.barc.usda.gov (acessada 29 de maio de 2021 ) .
4. descrito por Charles Pugsley Lounsbury  (em) 1908.
5. Hervé Jactel , Pierre Menassieu, Alain Ceria, C. Burban, Jacques Regad, S. Normand e Emmanuel Carcreff, "  Um surto da cochonilha Matsucoccus feytaudi provoca o início do declínio do pinho marítimo na Córsega  ", Revue forestière française , vol.  L, n o  n ° 1,1998, p.  33-45 ( DOI  10.4267 / 2042/5510 , ler online ).
6. Imre Földi, "  Scale insects: 2 e  part  " Insects , vol.  3, n o  130,2003, p.  29 ( leia online [PDF] ).
7. Philippe Kreiter , C. Coquelet e Marcel Thaon , “  A cochonilha da amora branca, a principal praga da groselha negra na região de Rhône-Alpes  ”, Publicações de la Société Linnéenne de Lyon , vol.  71, n o  6,2002, p.  251-252 ( DOI  10.3406 / linly.2002.13399 , ler online , acessado em 29 de maio de 2021 ).
8. descrito por Leland Ossian Howard , 1906.
9. descrito por Francis Walker , 1839 (en) Francis Walker, Monographia Chalciditum , vol.  1, Londres, Balliere,1839.
10. P. Kreiter e L. Dijoux , "  The white scale amore orchard peach: A example of fight in the Alpes-Maritimes  ", Defense Plant , n o  501,1998, p.  36-40.
11. (en-US) “  Antonina graminis: huji.ac.il  ” , em Pragas de Plantas do Oriente Médio ,27 de agosto de 2015(acessado em 29 de maio de 2021 ) .
12. J. Jourdheuil, P. Grison e A. Fraval, “  Controle biológico: uma visão histórica  ”, Courrier de la Cellule Environnement de l'INRA , n o  15,1999, p.  37-60 ( leia online [PDF] ).
13. (in) "  Chalcidoidea  " no Museu de História Natural (acessado em 29 de maio de 2021 ) .
14. Federal Office for Agriculture, "  Dangerous pest acidentalmente introduzida na Suíça com plantas ornamentais  " , em www.admin.ch (acessado em 16 de junho de 2021 )
15. Jardiner Autrement , "  A luta contra as cochonilhas - Jardiner Autrement  " ,2 de maio de 2018(acessado em 29 de maio de 2021 ) .
16. Dominique Cardon e Gaëtan du Chatenet, Guia de tinturas naturais, Plantas-Líquenes, Cogumelos, Moluscos e Insetos , Delachaux e Niestlé,1990, 400  p. ( ISBN  2603007327 ).
17. Hélène Hadas-Lebel, Judaísmo: práticas, festivais e símbolos ,2011, 118  p. ( ISBN  978-2-7509-0645-0 , leitura online ) , p.  33.

Veja também

Artigos relacionados

• Doenças bonsai
• Fitopatologia
• Espécies invasivas

links externos

• (en) "  ScaleNet: Scale Insects (Coccoidea) Database  " , em www.sel.barc.usda.gov (acessado em 29 de maio de 2021 ) .,
• Imre Földi, "  Scale insects: 1 st  section  " Insects , vol.  2, n o  129,2003( leia online [PDF] ).
• Imre Földi, "  Scale insects: 2 e  part  " Insects , vol.  3, n o  130,2003, p.  29 ( leia online [PDF] ).
• "  Hypp: encyclopedia in plant protection - Crop pragas e seus danos - HYPPZ  " , em ephytia.inra.fr (acessado em 29 de maio de 2021 )
• “  Caribfruits - Cochonilhas de escudo / Proteção racional de pomares (doenças, pragas e auxiliares) / Produção Integrada de Frutas  ” , em caribfruits.cirad.fr (acesso em 29 de maio de 2021 )

Bibliografia

• Foldi I., “  Cochonilhas: insetos pouco conhecidos, mas fascinantes  ”, Insetos , vol.  70,1988, p.  4-7 ( ler online )
• (en) Foldi I., “  As glândulas de cera em insetos escamados : ultraestrutura comparativa, secreção, função e evolução (Homoptera: Coccoidea)  ” , Annales de la Société Entomologique de France (NS) , vol.  27, n o  21991, p.  163-188
• (en) Foldi I., “  Estratégias de defesa em insetos cochonilhas: inferência filogenética e cenários volucionários (Hemiptera: Coccoidea)  ” , A Origem da Biodiversidade em Insetos: Testes Filogenéticos de Cenários Evolucionários. Memórias do Museu Nacional de História Natural , vol.  173,1997, p.  203-230
• Foldi I., “  Lista de Cochonilhas da França (Hemiptera, Coccoidea)  ”, Boletim da Sociedade Entomológica da França , vol.  106,2001, p.  303-308
• (pt) Gullan PJ & Kosztarab M., “  Adaptation in Scale Insects  ” , Annual Reviews of Entomology , vol.  42,1997, p.  23-50 ( PMID  15012306 , DOI  10.1146 / annurev.ento.42.1.23 , leia online )
• Georges Roque, La Cochenille, do tingimento à pintura. Uma história material da cor , Gallimard,2021( ISBN  2072852315 ).